7) CONDUITE ET ENTRETIEN DE LA CULTURE

On récolte de manière à maintenir la concentration en spirulines au niveau désiré, par exemple entre 0,3 et 0,7 g/l, pas forcément tous les jours. Si le milieu est trouble, en tenir compte lors de la mesure de concentration au disque de Secchi (A.htm - A2. En l'absence de récoltes, avec suffisamment de nutriments, la concentration en spiruline croit jusqu'à l'équilibre entre photosynthèse et respiration, correspondant à environ 250 g de spiruline/m² de bassin. Il n'est pas bon pour la culture de rester longtemps sans être récoltée, à très haute concentration : cela peut même être une cause de mortalité pour elle. Inversement il n'est pas bon d'abaisser la concentration en dessous de 0,4 g/l, en tous cas de 0,3 g/l : la productivité est plus forte aux basses concentrations mais la culture y est moins stable, et la spiruline y est produite avec une teneur en phycocyanine moins élevée.

7.2) Agitation (cf § 3.4 BASSINS.htm - agit)

Agitation manuelle : on agite au moins 4 fois par jour, mais la fréquence minimum dépend des conditions et de la souche ; elle augmente avec l'intensité de la lumière et de la flottation. Au milieu d'une journée très chaude, sans ombrage, l'agitation d'une souche flottant fortement doit être très fréquente (au moins deux fois par heure) ou même continue.

Si l'on dispose d'un mode d'agitation électrique sans danger pour les spirulines (par exemple bullage d'air, hélice ou roue à aubes), l'agitation peut être continue (avec arrêt 15 minutes/heure). Avec les pompes, il vaut mieux ne pas agiter en continu une souche spiralée (type Lonar), mais seulement 15 minutes/heure. L'agitation continue est possible avec les ondulées (Paracas).

La nuit l'agitation peut théoriquement être arrêtée, mais quand c'est possible deux ou trois agitations nocturnes sont bénéfiques pour diminuer les risques de grumeaux et améliorer l'oxygénation du milieu (auto-épuration). L'agitation continue nocturne, quand elle est possible, favorise nettement l'auto-épuration du milieu.

La productivité d’une culture intensive dépend fortement de l’agitation, sans que nous soyons encore en mesure de réellement quantifier cet effet. Plusieurs expérimentateurs rapportent des productivités records (jusqu’à 30, voire 40 ou 50 g/jour/m² !) dans des conditions d’agitation excellentes, en général en petits bassins, en tubes ou au laboratoire.

Dans les programmes de simulation présentés ici (CALCUL.htm) la convention suivante a été adoptée pour traiter ce problème :

Pour les bassins ordinaires, dont nous avons l’expérience, le degré d’agitation est défini par la vitesse moyenne de déplacement de la culture, jusqu’à 30 cm/s ; l’influence de cette vitesse est relativement faible (cf graphique A.htm - agitation)
Pour des bassins à systèmes d’agitation perfectionnés, on caractérise encore le degré d’agitation par la vitesse, mais il faut la fixer au-delà de 30 cm/s ; par convention le modèle multiplie alors la vitesse par 8 (par exemple si l’on fixe la « vitesse » à 40, le modèle appliquera 320), ce qui conduit aux très fortes productivités rapportées par certains auteurs, mais que nous ne croyons pas réalistes dans la pratique.

7.3) Evolution du pH

Un bon test de croissance d'une culture est son augmentation de pH. En l'absence de supplémentation en carbone et s'il n'y a pas de carences minérales, pour une basicité voisine de 0,1 N, une hauteur de liquide voisine de 20 cm et une concentration en spiruline voisine de 0,4 g/l, avec température et ensoleillement élevés, l'augmentation de pH normale se situe au voisinage de 0,1 unité/jour dans la gamme de pH entre 10 et 10,6. Une autre façon de vérifier que la photosynthèse est active est d'observer le dégagement d'oxygène à la surface du bassin en l'absence d'agitation.

7.4) Ombrage

En l'absence de supplémentation en carbone le pH peut monter à 11,5 et plus, mais la spiruline ne peut supporter longtemps un pH supérieur à 11,3. Un demi-ombrage suffit généralement à maintenir le pH en dessous de 11. Si l'agitation est bonne, on peut empêcher la montée excessive du pH sans mettre d'ombrage en maintenant un stock de spiruline élevé (> 150 g/m²), c'est-à-dire une concentration en spiruline supérieure à environ 0,7 g/l pour une hauteur de liquide de 20 cm, ce qu'on peut appeler faire un "auto-ombrage".

L'ombrage est par ailleurs nécessaire quand la température de la culture est trop basse (< 10°C) par grand soleil, sinon la culture peut facilement mourir par photolyse.

Il faut ombrer aussi pour économiser l'eau en saison sèche, ou si la température a tendance à dépasser 38°C dans la culture.

Une culture sous ombrage est plus facile à récolter et la qualité de la spiruline est améliorée (plus riche en pigments), moyennant une diminution de la productivité qui peut rester modeste.

7.5) Niveau d'eau

Veiller à ajouter de l'eau dans le bassin (de préférence le soir) pour maintenir le niveau voulu. Ne pas ajouter plus de 10 % du volume du bassin par jour. Si l'eau d'appoint est très calcaire il se produit des boues minérales dans le bassin et à la longue il est préférable de les éliminer. L'eau d'appoint contient aussi des sels solubles qui augmentent peu à peu la salinité (de même l'utilisation de nitrate comme source d'azote ou de bicarbonate comme source de carbone augmente la salinité) ; ceci peut obliger à pratiquer des purges pour empêcher la salinité de dépasser 30 à 50 g/l. Mais l'eau d'appoint (sauf l'eau de pluie) apporte aussi des oligoéléments bénéfiques. Si l'évaporation est notable et si l'eau d'appoint est très calcaire, du carbonate de calcium précipite et se retrouve dans les boues, et cela a pour effet de baisser le pH et la basicité ; dans ce cas de figure il y a risque de coprécipitation de phosphate de calcium : surveiller de près la teneur en phosphate et la basicité du milieu et rajouter du phosphate et du bicarbonate au besoin.

Dans les bassins ouverts, la pluie est bénéfique tant qu'elle reste modérée (par exemple 10 % du volume du bassin par jour), mais une dilution brusque trop forte du milieu de culture fait tomber les spirulines au fond. En fin de saison des pluies on a intérêt à garder le niveau maximum permis par le bassin (ce qui permettra d'économiser de l'eau en saison sèche). Si la source d'alcalinité n'est pas rare, et/ou si la pluviométrie n'est pas excessive, on peut admettre dans le bassin toute la pluie qui tombe, en veillant à pratiquer à temps des purges de milieu de culture pour empêcher le bassin de déborder ; ces purges se font en récoltant sans recycler le filtrat ou en aspirant le fond pour éliminer des boues, puis en remettant dans le bassin les sels correspondant au volume de milieu de culture éliminé. Ces purges maintiennent la qualité du milieu de culture et lui apportent des oligoéléments contenus à titre d'impuretés dans les sels d'appoint. Si on ne dispose pas de concentré d'Oligoéléments, on peut être amené à pratiquer des purges dans le seul but d'introduire des oligoéléments par l’eau et les sels !

Un niveau d'eau élevé (30 cm ou même plus) réduit les surchauffes en climat très chaud et est probablement utile pour faciliter l'autoépuration du milieu de culture (cf MILIEU.htm - épuration). Un niveau bas est intéressant pour réduire la dépense en milieu de culture, mais nécessite un fond bien plat (avec un point plus creux pour faciliter la récolte du flottant à la bassine ainsi que la vidange), des purges suffisantes pour maintenir la qualité du milieu et une surveillance accrue du pH, de la température et de la concentration en nutriments pour ne pas dépasser les limites autorisées.

En bassin ouvert, si des purges ne sont pas nécessaires pour maintenir la qualité du milieu et si les bords sont suffisamment hauts, le niveau et la basicité varient en cours d'année : s'arranger pour que le niveau minimum soit suffisant et pour que la basicité reste suffisante ( > 0,05) lors du niveau maximum.

7.6) Fer

La spiruline est un aliment des plus riches en fer. Il faut donc lui en fournir beaucoup, et sous une forme assimilable ce qui n'est pas évident à cause du pH élevé du milieu de culture. Si la spiruline n'est pas assez vert foncé, cela peut être du à un manque d'azote, mais aussi à un manque de fer. Même une spiruline bien verte peut se révéler faible en fer à l'analyse (par exemple 200 ppm). Parfois, mais rarement, il y a assez de fer dans les sels et/ou l'eau utilisés. Il peut même y avoir trop de fer dans l’eau si elle est ferrugineuse.

Le moyen classique d'introduire du fer est de préparer une solution de fer à 10 g/l de la manière suivante : dans 1/2 litre d'eau mettre avec 50 g de sulfate de fer heptahydraté + 20 ml d'acide chlorhydrique concentré ; compléter à un litre d'eau. [ N.B. La pureté des sulfates de fer vendus pour traiter les gazons est souvent inadéquate: il faut alors filtrer ou décanter la solution ou recourir à du sulfate pur]. L'emploi de 100 ml de solution de fer à 10 g/l par kg de spiruline produite correspond à 1000 ppm de fer. En pratique 50 ml suffisent généralement .

On peut aussi faire tremper 50 g de clous rouillés dans un litre de vinaigre additionné du jus de 4 citrons ou caramboles ; conserver en récipient non hermétique (dégagement d'hydrogène), en agitant de temps en temps : on obtient au bout de deux semaines un "sirop de clous" à environ 10 g/l de fer, qui peut être utilisé comme source de fer "biologique".

Il est toujours préférable d'introduire la solution de fer à faible débit dans le milieu de culture (au goutte-à-goutte si possible) et sous agitation. Voici une procédure convenable : faire une pré-dilution de la solution de fer (100 ml dans 10 litres d'eau), bien agiter et ajouter lentement (si possible au goutte-à-goutte) dans la culture en l'agitant très bien (cette agitation est essentielle).

Un chélatant comme l'EDTA rend le fer plus assimilable par la spiruline, mais rend également le fer de la spiruline plus assimilable par l'organisme humain (BIBLIOGRAPHIE.htm - Manoharan). L'emploi d'environ 50 mg de sel disodique de l'EDTA par litre de milieu de culture initial permet de porter facilement la teneur en fer de la spiruline à 1000, voire 1500 ppm (ce qui est d'ailleurs jugé excessif par certains médecins); on peut ensuite rajouter un peu de chélatant de temps en temps. Les jus de citron (acide citrique) et surtout de carambole ont un pouvoir chélatant pour le fer, de même que certains extraits aqueux de terre végétale ou d'argile stérilisés par tyndallisation (portés 10 minutes à 80°C deux fois à 24 heures d'intervalle).

On peut aussi utiliser comme apport de fer des produits commerciaux contenant du fer chélaté, comme le Fetrilon 13 ou le Ferfol à 13 % de fer chélaté à l'EDTA (ce qui correspond à un atome de fer par molécule de sel disodique de l'EDTA cristallisé avec 2 H2O). Le Séquestrène 100 SG à 6 % de fer chélaté à l'EDDHA, réputé plus efficace que l'EDTA à pH élevé, a l'inconvénient de fortement colorer en rouge le milieu de culture et n'est pas recommandé.

Le sang (A.htm - sang ) serait aussi une source de fer "biologique" réputée très assimilable (à 9 g/l), mais nous ne l'avons pas essayé.

La dose de fer à apporter est un sujet de discussion. Une dose moyenne de 500 ppm paraît convenable. Il est possible, en cas de besoin, d'obtenir des spiruline extrêmement riches en fer (jusqu'à 5000 ppm)..

Plus on ajoute le fer régulièrement plus la teneur en fer de la spiruline sera régulière. Si on n'ajoute le fer (chélaté) qu'une fois par mois, par exemple, la teneur en fer de la spiruline juste après l'ajout sera très forte (par exemple 1000 ppm), alors qu'elle sera faible juste avant l'ajout (par exemple 300 ppm).

Un article récent de Puyfoulhoux B. et al. (2001) BIBLIOGRAPHIE.htm - Puyfoulhoux tend à prouver que la biodisponibilité du fer de la spiruline est équivalente à celle de la viande.

7.7) Oligoéléments

Au lieu de compter sur l'eau d'appoint et les sels pour apporter les oligoéléments nécessaires à la croissance de la spiruline, il peut être plus sûr et même plus économique de les apporter par une solution concentrée toute prête (de coût très faible). L'ajout d'oligoéléments semble un facteur positif pour assurer une bonne récoltabilité de manière habituelle.

L'apport au moins des oligoéléments majeurs (bore, cuivre, manganèse et zinc) parait recommandé en cas de faible taux de renouvellement du milieu sur une longue période. Le risque de dépasser la dose maximale permise pour un oligo-élément qui serait déjà présent en quantité notable dans l'eau ou les sels utilisés est faible si la solution d'oligoéléments est ajoutée au prorata des récoltes, à concurrence par exemple du quart ou de la moitié des besoins théoriques. Il serait plus sûr de n'ajouter que ce qui manque dans le milieu de culture, mais cela obligerait à utiliser des moyens analytiques hors de portée de l'artisan. Il existe différentes formules d'oligoéléments : A.htm - formules. La plus citée est celle du milieu Zarrouk BIBLIOGRAPHIE.htm-Zarrouk (cf Annexe A18 A.htm - Limites) mais elle parait inutilement compliquée, tout en étant incomplète..

L'apport de sélénium se fait généralement par le sélénite de sodium, de manipulation délicate car très toxique, que nous préférons éviter

Faut-il ajouter du cobalt ? C'est un sujet de discussion lié au fait que la vitamine B12 (la cyanocobalamine, qui contient du cobalt) est abondante dans la spiruline, alors que certains réglements limitent l'ingestion de cette vitamine ; par ailleurs la vitamine B12 de la spiruline serait riche en "analogues de B12" dont il faudrait, selon certains, se méfier. Des éclaircissements scienifiques sur ce sujet sont souhaitables. De toutes façons le cobalt ne semble jamais être déficitaire dans le milieu de culture. La formule "J.P. Jourdan" omet donc le cobalt.

Il y a un bon consensus sur l'intérêt d'une dose majorée de zinc (incluse dans la formule "J.P. Jourdan"). Un autre moyen d'introduire du zinc, proposé par J. Falquet, est d'ajouter 20 g de sulfate de zinc heptahydraté aux 50 g de sulfate de fer dans la préparation de solution de fer rapportée au § prédédent classique . Une dose de 500 ppm de zinc dans la spiruline serait convenable (il est possible de multiplier par 10 cette dose en cas de besoin).

Il y a un peu de nickel dans la spiruline, mais on ignore si ce métal doit être considéré comme un oligoélément bénéfique ou s'il est simplement absorbé: il n'a pas été inclus dans la formule "J.P. Jourdan" en raison de risques possibles de toxicité sur l'homme.

7.8) Comment augmenter la productivité par apport de carbone

L'aliment principal de la spiruline est le carbone dont la source normale est le gaz carbonique. La méthode de culture la plus simple, où la nourriture carbonée vient de l'air (qui contient du gaz carbonique, mais extrêmement dilué), présente une productivité modeste, mais qui, exprimée en protéines, reste très supérieure à celle des meilleures cultures agricoles ou horticoles, et qui, exprimée en calories alimentaires, leur est équivalente, et ceci sans consommer plus d'eau, ou même nettement moins. L'absorption du CO2 atmosphérique se fait nuit et jour, indépendamment des variations quotidiennes du temps, lequel n'influe donc pas sur la productivité moyenne de ces cultures ; cette dernière n'est pas non plus affectée par une température exagérée la nuit (le pH baisse à cause de la respiration nocturne, mais sans perte de CO2, qui sera utilisé plus tard). Dans ces cultures on maintient le pH vers10,6 ou moins en jouant sur l'ombrage, et l’intensité de l’agitation n’est pas critique.

Si l'atmosphère du bassin communique avec une source de CO2 dans l'air, comme un compost en fermentation, une étable, une combustion de gaz propre ou encore une source d'eau gazeuse, le pH du bassin par beau temps sera plus bas et la productivité augmentera sensiblement. Le cas des gaz de combustion est traité quantitativement dans le programme de simulation en Annexe.

Mais il est aussi possible d'augmenter la productivité par beau temps, de la faire passer par exemple à 12 ou 15, voire 20 g/jour/m², si l’agitation est suffisante, en injectant du gaz carbonique pur directement dans la culture pour baisser son pH à 10 ou moins. La consommation de CO2 est de l'ordre de 2 kg/kg de spiruline (théorie = 1,71). Le gaz est amené sous un morceau de film plastique tendu sur un cadre flottant sur le bassin, formant comme une "cloche" ou une "tente" quand le gaz s'y accumule. La surface du cadre flottant doit être de 3 % de la surface du bassin. On règle le débit de gaz pour ne pas en perdre trop par les bords du cadre. Eviter l'entrée de bulles d'air et purger une fois par jour l'oxygène qui s'accumule sous le plastique. On a intérêt à faire buller le gaz au fond du bassin à travers un diffuseur donnant des bulles très fines, ou même au bas d'un puits pratiqué au fond du bassin (si la hauteur de barbotage est supérieure à 30 cm on peut se passer de la cloche flottante en film plastique). A noter qu'on obtient un meilleur rendement d'absorption du CO2 la nuit en raison de l'absence de dégagement d'oxygène dans le milieu de culture. Une autre façon d'injecter le gaz est de l'introduire dans un venturi à la sortie d'une pompe et de faire parcourir à l'émulsion un ou deux mètres de tuyau.

Si l'on ne dispose pas de gaz carbonique en cylindres mais d'une fermentation alcoolique à proximité du bassin de spiruline, il est assez facile de capter le gaz carbonique pur produit par la fermentation, mais sa pression sera trop faible pour passer à travers un diffuseur et la surface du cadre flottant devra être majorée de moitié, à moins d'utiliser un compresseur d'aquarium ou une pompe d'aquarium munie d'un dispositif aspirant émulsionneur de gaz.

Au lieu de gaz carbonique on peut utiliser du bicarbonate, mais alors il faudra pratiquer des purges pour maintenir la salinité à un niveau acceptable (densité voisine de 1015 g/l) et rajouter les éléments du milieu de culture (autres que le bicarbonate) correspondant au volume purgé. Il faut environ 2 à 6 kg de bicarbonate par kg de spiruline, selon la productivité souhaitée. Cette méthode est très pratique ; elle évite notamment d'avoir à surveiller le pH. Les purges prévues au § 7.5 (niveau) comptent dans le total des purges à effectuer. On peut simplifier la procédure de purge en incluant dans la nourriture des spirulines les sels perdus dans la purge : il suffit alors de remplacer le volume purgé par le même volume d'eau ; la formule de nourriture fournie par les programmes de calcul en Annexes A27 et A30 est établie sur cette base. La pratique des purges demande des précautions vis-à-vis de l'environnement (voir § 4.5 dans MILIEU.htm - Epuration). Si l'évaporation est notable et si l'eau d'appoint est très calcaire, du carbonate de calcium précipite et se retrouve dans les boues, et cela a pour effet de réduire les purges et de diminuer la consommation de bicarbonate, moyennant une augmentation de la quantité de boues minérales qui, elles, devront être éliminées ; dans ce cas de figure il y a risque de coprécipitation de phosphate de calcium : surveiller de près la teneur en phosphate dans le milieu et rajouter du phosphate au besoin.

La proximité d'un lac naturel sodique offre une très intéressante possibilité : celle d'y envoyer les purges et d'y puiser de quoi les remplacer. En général les lacs sodiques sont à un pH voisin de l'équilibre avec l'air, c'est-à-dire proche de 10. Le pompage d'eau du lac dans la culture à pH 10,5 lui apporte donc du CO2. L'eau du lac doit être filtrée (par exemple sur filtre à sable) avant d'être admise dans la culture, pour ne pas risquer de la contaminer. Si sa composition n'est pas correcte pour la spiruline, il convient de la corriger par les apports nécessaires (en général ce sera de l'urée et du fer) et de la diluer si sa salinité est trop élevée. Les purges recyclées au lac y sont épurées biologiquement par un processus naturel. Le fait de disposer de CO2 pratiquement gratuit permet de faire des apports de carbone importants et de pousser la productivité par beau temps facilement à 12 g/jour /m² (moyennant un pompage de l'ordre de 3000 litres par kg de production, pour une salinité de l'ordre de 13 g/l).

Le sucre constitue une autre possibilité d'introduction de nourriture carbonée (BIBLIOGRAPHIE.htm - Jourdan1996). Sa consommation théorique, en l'absence d'autres sources de carbone, est de 1,11 kg/kg. Le poids de sucre qu'un bassin est capable d'oxyder dans la journée est du même ordre que sa production de spiruline : c'est la dose à ne pas dépasser de toutes façons. Ajouter le sucre le matin, les jours de beau temps seulement, afin de ne pas provoquer d'odeurs de fermentation, un mauvais rendement de transformation du sucre en CO2 et une production de boues flottantes excessives (cf § 7.15 : boues), surtout si le milieu contient d'autres matières organiques. Pour que le sucre puisse fermenter en produisant du CO2, il est souvent nécessaire que le pH soit inférieur à 10,8 (mais j'ai vu au moins une fois le sucre baisser rapidement le pH d'une culture qui avait atteint 11,1). Si les ferments ont été stérilisés par un pH trop élevé, réensemencer la culture avec un "levain" prélevé sur un autre bassin. Commencer à "sucrer" dès que le pH atteint 10,4 ; il faut deux jours pour en voir l'effet ; régler ensuite l'apport de sucre pour maintenir le pH autour de 10,4; une dose moyenne de 0,6 kg/kg de spiruline suffit en général, par beau temps. En fait il est recommandé de ne pas dépasser la dose de 6 g de sucre/m²/jour de beau temps (et même de préférence 3) si l'on veut éviter des effets secondaires indésirables comme une turbidité excessive du milieu de culture et des difficultés de récolte pouvant aller jusqu'à l'impossibilité d'essorer la biomasse par pressage, surtout en début de période de sucrage. Ces difficultés peuvent provenir d'un manque d'azote (provoquant une surproduction d'exopolysaccharides) du à la consommation d'azote par les ferments ; en début de sucrage, il est donc bon de majorer l'urée. La teneur en protéines de la spiruline obtenue avec le sucre est rigoureusement identique à celle d'une production au CO2.

Le sucre peut être remplacé par de la canne à sucre écrasée, à raison de 7 kg/kg de sucre (laisser tremper la canne une journée ou plus dans le bassin puis la retirer) ou par du jus de canne. Eviter d'utiliser la mélasse, trop impure ; par contre le miel ou le glucose pur seraient excellents s'ils étaient moins chers. Le sucre peut aussi être apporté par divers produits en contenant comme le petit lait (ne pas dépasser la dose de 4 litres par kg de spiruline). Il peut aussi être remplacé par des feuilles de plantes fraîches : des feuilles vertes mises à tremper dans la culture (dans un filet de préférence) subissent une attaque par le milieu basique qui dissout en quelques jours tous leurs éléments sauf la cellulose, ce qui constitue un moyen de nourrir la spiruline en carbone et aussi en éléments minéraux. Les feuilles doivent être d’espèces végétales choisies pour leur non-toxicité et leur facilité de dissolution ; choisir de préférences des plantes comestibles mais peu prisées donc bon marché comme l'ortie. A noter que le sucre et les feuilles à forte dose provoquent une augmentation de la turbidité du milieu, dont il faut tenir compte lors de la mesure de la concentration par le disque de Secchi (A.htm - Secchi ). Une telle culture est moins "propre" : plus de boues, filtration moins rapide, et risque plus grand de microbes pathogènes devenus résistants aux pH élevés.

Le remplacement du sucre par le glucose permet théoriquement de réduire les inconvénients du sucre. Le glucose est en effet réputé être directement assimilable par la spiruline ou bien il peut être directement oxydé par l'oxygène de photosynthèse : les ferments deviendraient inutiles, d'où une culture plus "propre" et filtrant mieux, et possibilité de travailler à pH > 10,8 si on le désire. La seule fois où nous avons voulu utiliser du glucose commercial pur à la dose de 1 kg/kg il s'est en fait comporté à peu de chose près comme le sucre ; au bout de 15 jours le pH était bien maintenu à 10 mais la turbidité du milieu de culture était montée à Secchi noir = 6 cm (la filtration restant facile). Cette turbidité disparaît quelques jours après la réduction ou la suppression de l'ajout de glucose. Il semble que le glucose renforce la santé de la spiruline.

Il faut mentionner l'apport non négligeable en CO2 de l'urée, qui est même la source de CO2 la moins chère. Voir au § 6, N.B. c (NOURRITURE.htm - uréethéo) les précautions d'emploi indispensables.

Rappelons qu'en cas de nourriture de la spiruline par l'urine, celle-ci apporte du carbone supplémentaire équivalent à 2 g de spiruline/jour/m².

Les boues de fond de bassin elles-mêmes sont petit à petit oxydées, contribuant ainsi à apporter du CO2.

Enfin mentionnons qu'il est parfaitement possible de panacher les différentes sources de carbone.

D'une manière générale il est recommandé de ne pas chercher à maintenir des productivités records, parce qu'elles augmentent la vitesse de salissure du milieu de culture et, semble-t-il, la fréquence des mutations ; à faible productivité le milieu a plus de possibilité de s'autopurifier. De toutes façons, les aléas du temps et la faiblesse de l’agitation font que la productivité moyenne ne dépasse généralement pas 7 g/jour/m² sur une saison de production.

7.9) Exopolysaccharide (EPS)

La spiruline sécrète un exopolysaccharide sulfaté (une espèce d'alginate), qui forme comme une capsule à la surface externe des spirulines puis est peu à peu relâché dans le milieu de culture où il se dissout d’abord en le rendant plus « épais » et finit par former des peaux ou des grumeaux jaune-bruns de taille variable, microscopiques (visibles au microscope après coloration du milieu à l'encre de Chine, l'EPS ne se colorant pas) ou visibles à l'oeil nu. Il est probable que le fait de ne pas récolter beaucoup, en laissant monter la concentration en spiruline, augmente le passage d’EPS dans le milieu. Les grumeaux ou peaux d'EPS sont plus denses que le milieu de culture et peuvent se déposer au fond du bassin sous forme de boues, puis finalement s'en détacher en se chargeant de bulles de gaz de fermentation et flotter ; le tamis de récolte arrête les amas suffisamment gros. La production normale d'EPS à bas pH et sous forte lumière est de l'ordre de 30 % de celle de la spiruline, mais il semble se former encore de l'EPS à des pH très élevés ; s'il y a carence d'azote, la photosynthèse produit exclusivement de l'EPS (Cornet J.F., 1992). Même en présence de nitrates, la carence en ammonium parait favoriser la formation d'EPS, surtout si les conditions de luminosité et de température sont insuffisantes pour la réduction des nitrates. En présence d'ammonium la protéinogénèse est ralentie par une température insuffisante, mais moins qu'avec nitrates seuls. La carence en fer semble aussi gêner la protéinogénèse et donc favoriser l'EPS. D'après le rapport Melissa 2004, page 199, une concentration en azote ammoniacal supérieure à 65 ppm avec un éclairement supérieur à 33 W/m² (niveau très faible !) favorise la formation d'EPS et la formation de grumeaux ; de fait chez Cédric Lelièvre en juillet 2005 des grumeaux se formaient dans une culture à 2,5 g de KNO3 + 80 mg d'ammonium, bien ensoleillée. Pour lutter contre l'excès d'EPS et les grumeaux il faut de l'ammonium, mais pas trop : une dose de 3 à 15 ppm est convenable. L'idéal serait d'alimenter en urée (ou ammoniaque) au goutte-à-goutte.

Il est évident qu'une production forte d'EPS est gênante, non seulement parce que c'est une perte de rendement, mais parce qu'elle salit le milieu de culture et conduit à des difficultés de récolte.

L'EPS est biodégradable plus ou moins rapidement selon les circonstances, ce qui limite la quantité qui se retrouve dans la spiruline récoltée. Une spiruline à 60% de protéines contiendrait 30% d'EPS (Rapport Melissa 1996, page 90).

La présence d'une certaine quantité d'EPS parait faciliter la récolte. Avec une souche spiralée, l'excès d'EPS entraîne parfois la floculation de spirulines avec formation de peaux ou grumeaux verts flottants. Ces derniers, lors de la récolte sont facilement retenus par le tamis sur lequel ils se rassemblent en agglomérats faisant immédiatement "la boule": s'il n'y a pas simultanément de boues flottantes, on peut les joindre à la biomasse récoltée en les tamisant à l'aide de l'extrudeuse en remplaçant sa filière par un tamis ; la qualité de la spiruline ainsi récoltée est un peu moins bonne que la normale (une analyse faite en juin 1999 sur le produit séché a donné 52 % de protéines et un peu trop de microorganismes aérobies). On pourrait craindre que la formation de grumeaux augmente le % de droites : l'expérience, lors d'une énorme production de grumeaux (octobre 1999) nous a montré que non. L'augmentation du pH et de la température, l'ajout de fer (s'il y a carence) et surtout l'ajout d'urée combattent efficacement ces peaux et grumeaux ; suivre la règle : "forcer l'urée s'il y a des grumeaux verts ou des peaux flottantes, baisser l'urée s'il y a odeur d'ammoniac". Une brusque dilution et/ou une brusque diminution du pH peuvent aussi provoquer la floculation des spirulines spiralées en grumeaux verts flottants.

Un excès d'EPS semble conduire à une impossibilité d'essorer la biomasse par pressage, alors qu'un défaut d'EPS semble conduire à une biomasse très collante mais facilement essorable.

Les peaux d'EPS peuvent être confondues avec des amas d'algues étrangères comme la microcystis très toxiques, d'où nécessité de faire des tests de toxicité en cas de doute, bien que nous n'ayons jamais vu de cas de toxicité avérée.

Des publications semblent montrer que les polysaccharides (endo et/ou exo) de la spiruline ont des propriétés thérapeutiques intéressantes : en attente de confirmation.

On doit ajouter une chose : à la surface d'une culture peu agitée peut se former une pellicule flottante très fine, agglomérable en grumeaux blancs par agitation superficielle. On suppose qu'il s'agit d'une variante d'EPS ou d'un autre type d'excrétion des spirulines qui dans les conditions normales se retrouve mélangé aux EPS.

7.10) Anomalies

En cas de faible croissance alors que tout est bien par ailleurs, il est bon de vérifier la teneur en phosphate du filtrat et, si elle est faible, de rajouter du phosphate ; et si on n'a pas de test phosphate on peut tenter de rajouter du phosphate pour ranimer la croissance. Ceci s'applique essentiellement si l'eau utilisée est très calcaire, car le phosphate de calcium a tendance à précipiter.

Si une culture vire au brun-jaune kaki sans que la photosynthèse s'arrête, il y a certainement un manque d'azote. L'excès de lumière, surtout à froid ou en l'absence d'agitation, ou encore à trop faible concentration en spiruline, ou le maintien d’un pH > 11,3 sur une période longue produisent une décoloration, puis la destruction progressive de la spiruline. Si trop de spirulines ont été cassées, ou détruites, le milieu de culture devient sale (trouble, moussant jaune, ou un peu visqueux, ou "blanc" comme du lait dilué, ou au contraire brun, ou malodorant), fermente (dégagement de bulles même la nuit) et/ou la filtration et/ou le pressage lors des récoltes deviennent difficiles, voire impossibles. En général la culture peut guérir d'elle-même en une à trois semaines, de préférence au "repos" dans des conditions de lumière et de température douces, à condition qu'elle ne soit pas carencée (en azote et en fer notamment). La pratique des purges du milieu peut aider à la récupération de la culture ; un réensemencement est particulièrement efficace. Si le redémarrage ne se fait pas, le milieu est probablement devenu toxique pour les spirulines : vidanger. Une vidange totale de temps en temps est un moyen puissant, mais coûteux, pour éviter des anomalies de culture.

Si la culture contient beaucoup de spirulines cassées en petits fragments, cela peut être du à un excès de lumière (surtout matinale) ou à une agitation trop brutale, ou encore à un manque de potassium. Des spirulines anormalement longues peuvent être signe d'un manque de fer, à moins qu'il s'agisse d'une culture en croissance très faible.

Les spirulines de certaines souches (spiralées par exemple) flottent habituellement fortement à la surface du milieu de culture, tandis que d'autres (ondulées, droites) restent plus volontiers dans la masse de la culture (mais flottent quand même normalement). Si les spirulines tombent au fond du bassin, c'est souvent le signe qu'elles sont sous-alimentées en azote ou en fer; un changement brusque de pH ou de salinité peut aussi faire tomber les spirulines au fond, par exemple une grande pluie qui double le volume d'eau. Une température très basse a le même effet. Les spirulines au fond du bassin sont en grand danger de mourir et de se transformer en boues organiques brunes : pour augmenter leurs chances de survie il faut les remettre en suspension le plus fréquemment possible. De même la partie supérieure de la couche flottante est en danger de mort par photolyse (brunissement ou blanchiment) en cas d'ensoleillement trop fort et trop prolongé sans agitation suffisante.

Les spirulines spiralées ont assez souvent tendance à s'agglomérer en grumeaux verts lorsque la production d'EPS est abondante ; ces grumeaux flottent s'ils sont très riches en spirulines, contrairement aux boues brunes d'EPS. Mais si la proportion de spirulines dans les grumeaux est faible par rapport à l'EPS (grumeaux de couleur tirant vers le brun), ils ne flottent plus et peuvent rester entre deux eaux et gêner la récolte en colmatant rapidement le tamis.

Il peut arriver que la spiruline elle-même (y compris de type ondulé) flocule en mini-grumeaux verts (comportant peu d'EPS) sous l'effet de particules minérales très fines comme du carbonate de calcium en cours de précipitation ou bien d'un excès de certains ions. Une dilution du milieu peut alors s'avérer bénéfique.

Pour contrer la tendance aux grumeaux il est prudent aussi d'agiter le bassin 2 ou 3 fois en cours de nuit.

Des boues brunes remontent à la surface, et flottent passagèrement en période de photosynthèse active, surtout quand on agite le fond, mais normalement elles retombent au fond avant le lendemain matin. On peut les éliminer par tamisage (épuisette ou filet). La flottation nocturne de ces boues est due à la fermentation anaérobie d'une couche de boues trop épaisse et manquant d'oxygène (hypoxie, anoxie), situation qui demande plusieurs jours pour se guérir (agiter plus fréquemment les boues, et/ou en enlever la majorité). Le remède recommandé est de transférer le bassin dans un autre et de le nettoyer. Les boues sont un mélange de minéraux insolubles (carbonates et/ou phosphates), de produits de décomposition de spirulines mortes (contenant de la chlorophylle A et surtout des caroténoïdes qui donnent aux boues une couleur brune caractéristique), d'EPS et de microorganismes biodégradeurs ; on y trouve aussi des filaments apparemment incolores, de diamètre beaucoup plus petit que les spirulines (évalué à 1,5 microns), mais de longueur du même ordre. Une observation sous fort grossissement permet de distinguer des cellules dans ces filaments, qui apparaissent parfois verts ; il pourrait donc s'agir d'une algue. On n'a jamais détecté de toxicité sur des échantillons contenant ces filaments avec le test aux artémias. L'apparition de ces filaments "incolores" se fait très vite dans les agglomérats contenant des résidus de spiruline morte, et ceci même en eau douce : si on met de la spiruline dans de l'eau douce, elle ne survit pas longtemps et se décompose en boues brunes constituées de "pelotes" de filaments incolores très serrés.

La couleur des boues des bassins tire parfois sur le rose, mais elle est en général brune, couleur carotène.

On trouve aussi fréquemment dans les boues des cristaux en aiguille, souvent rassemblés en faisceaux: il s'agit de phosphate mixte d'ammonium et de magnésium, soluble en milieu acide ; il arrive que ces cristaux soient entraînés dans la couche flottante de spiruline et récoltés avec elle, mais ils se redissoudront sous l’effet de l’acidité stomacale. Pour empêcher la formation de ces cristaux, il faut éviter des doses trop fortes de phosphate, magnésium et/ou ammonium.

Une mauvaise odeur correspond généralement à un mauvais état ou à une récolte insuffisante, ou à une fermentation anaérobie ou encore à une addition excessive d'urée, de sucre ou d'urine. Une odeur modérée d'ammoniac, correspondant à 20-30 ppm d'ammoniac dans le milieu, n'est pas grave mais alerte sur un danger imminent possible. L'usage de sucre comme apport de carbone provoque parfois des odeurs de ferments ou de levures pas réellement désagréables. Une culture de spiruline en bonne santé et à température idéale dégage souvent une odeur aromatique caractéristique et agréable, tirant sur le géranium ou la rose.

7.11) Contamination par petits animaux

Sauf protection complète du bassin, il est inévitable que des insectes ou parfois de petits animaux (serpents, lézards, grenouilles, souris, escargots), des feuilles et autres débris végétaux tombent dans le bassin. On peut les enlever avec un filet, mais si on les laisse, ce qui n'est pas recommandé, ils finiront par être "digérés" par le milieu de culture et servir de nourriture à la spiruline.

Par contre certains vers et insectes sont capables de vivre dans le milieu de culture en parasites. C'est le cas des larves de la mouche Ephydra (petite mouche brune qui marche sur l'eau), des larves de moustiques, du zooplancton (rotifères, spécialement brachyonus, cyanophages et amibes capables de manger les spirulines), qui s'installent et vivent un certain temps dans le bassin: pour hâter leur disparition on peut monter momentanément le pH jusqu'à pH 12 puis maintenir ce pH pendant une nuit, en ré-acidifiant le matin à pH 10 ; mais ce choc de pH peut tuer aussi une partie des spirulines qui doivent ensuite être mises en convalescence (ombrées). Ce choc de pH n’est guère efficace sur les amibes. Parfois il suffit d'une brusque augmentation de la salinité de 3 g/l pour faire disparaître les envahisseurs (spécialement les larves). On peut aussi monter la température à 40°C (avec pointes à 44°C). L'addition d’une forte dose d'ammoniac, par exemple 100 ppm, tue les amibes mais aussi une partie des spirulines.

La disparition des amibes se fait généralement de manière naturelle en quelques jours de beau temps par bonne température et croissance rapide de la spiruline ; le maintien d'une concentration en spiruline pas trop élevée et d'une bonne agitation favorise la disparition des amibes. En fait les amibes ne semblent cohabiter avec les spirulines que lorsque ces dernières sont affaiblies ou en croissance nulle. Par exemple dans un échantillon d'une culture en bon état, on peut voir apparaître des amibes au bout de 24 heures de stockage en laboratoire.

De même les rotifères ne peuvent pas envahir une culture en bonne santé.

En cas d'infestation par des larves, des cyanophages ou des rotifères, la récolte reste possible car ils sont arrêtés par le tamis (ajuster au besoin la maille du tamis: pour les brachyonus il faut une maille de 120 µ) ; on peut essayer d'éliminer au maximum les larves et nymphes au tamis, ou de placer le bassin sous serre étanche ou moustiquaire. Parfois L'infestation par des larves dépend du lieu, du climat. Elle peut n'être que transitoire. Certaines années, elle ne se produit pas. Sous serre, le risque d'infestation est réduit ou annulé. Nous n'avons jamais eu de rotifères à Mialet, mais nos collègues indiens en ont eu assez souvent. A noter que les rotifères ne sont pas toxiques et ne mangent pas la spiruline spiralée en bonne santé, mais par contre se développent rapidement en cas de mauvaise santé de la spiruline et finissent par envahir la culture en lui donnant une coloration rougeâtre. Les rotifères sont très souvent présents dans les cultures à ciel ouvert, en petit nombre, et contribuent à éliminer les chlorelles et aussi les spirulines droites.

Ripley Fox explique que les amibes éventuellement présentes dans une culture ont une probabilité quasi nulle d'être toxiques. Par précaution, cependant, il est recommandé de ne pas consommer fraîche la biomasse provenant d'une culture contenant des amibes. Lors du séchage à 65°C elles sont tuées de toutes façons.

N.B.: 1) les moustiques mâles issus des bassins de spirulines seraient stérilisés par le haut pH de la culture (selon une étude indienne) et les bassins constitueraient alors un moyen de lutte biologique contre les moustiques ; cette information est cependant mise en doute par le fait que des moustiques proliféraient dans le lac Nakuru avant l'introduction de tilapias justement pour les combattre, alors que ce lac était plein de spirulines mais cohabitant sans doute avec d'autres algues…

2) le zooplancton et les larves que nous avons vu cohabiter avec la spiruline n'étaient pas toxiques pour l'homme.

3) les larves de moustique et les rotifères mangent les spirulines droites, mais pas les spiralées type Lonar.

7.12) Contaminations par des droites ou des algues étrangères

A) Droites

Des "spirulines droites" apparaissent fréquemment dans les cultures. Elles ressemblent aux cyanobactéries Oscillatoria, dont il existe des variétés toxiques (cf alinéa B suivant), mais nous avons vérifié que les "droites" que nous avons eues jusqu'ici sont bien des spirulines (Arthrospira platensis), d'ailleurs de composition normale, non seulement en utilisant des critères dimensionnels et morphologiques, nuance de couleur, etc., et en vérifiant leur teneur en acide gamma-linolénique (très nettement supérieure à celle des Oscillatoria), mais d'après une étude des "empreintes génétiques" par l'Université de Genève BIBLIOGRAPHIE.htm - Manen (http://ijs.sgmjournals.org/cgi/reprint/52/3/861).

Les spirulines droites flottant moins, ou moins vite, que les spiralées, on peut essayer de contrer leur prolifération en ne récoltant pas la couche flottante mais en récoltant la culture homogène et en gérant la culture pour réduire le taux de croissance des droites. Une bonne agitation évite la photolyse des spiralées, les plus flottantes donc les plus exposées au soleil, donc elle permet de réduire la prolifération des droites. Lorsqu'il y a peu de droites, la couche flottante peut les contenir toutes et on peut donc la récolter ; mais au-delà d'un certain % de droites, ce n'est plus le cas. En cas d'infestation avancée, on peut essayer une réduction de l'agitation et un réensemencement massif en spiralées flottantes. Un petit programme de simulation mathématique (dénommé DRIMPR.EXE, cf CALCUL.htm - notice) permet d'appréhender l'influence de divers facteurs sur l'apparition (en général brusque) des droites dans une culture jusque là majoritairement spiralée.

Les spiralées ayant une tendance marquée à s'agglomérer en grumeaux dans certaines conditions (bas pH, basse température, absence d'ammonium), on pouvait craindre que la formation de grumeaux augmente le % de droites : l'expérience nous a montré, lors d'une énorme production de grumeaux en octobre 1999, que ce n'était pas le cas.

Les droites sont génétiquement de vraies spirulines mais elles ont des inconvénients dont, souvent, une difficulté notoire à se récolter. Le problème n'est pas d'aujourd'hui puisqu'il y a près de 40 ans Busson bataillait déjà avec lui :

Les "Petites Nouvelles de la Spiruline" de novembre 2002 disaient :

"Les spirulines droites vaincues ?

· Un mèl de Jean-Denis N’Gobo, de Bangui, du 4/11/02 donne une très bonne nouvelle : « ça y est, nous n'avons plus que des spiralées dans nos 3 bassins »

· Un téléphone de Pierre Ancel le 8/11/02 nous annonce qu’à Koudougou (Burkina Faso) les spirulines de souche spiralées type Lonar sont aussi 100 % spiralées maintenant.

· On sait qu’à Maduraï (Inde) les droites ont disparu depuis 2001 et à Mialet depuis 2000.

Mais il y a encore des sites souffrant des droites, et on cherche toujours les remèdes qui permettront le contrôle des droites à coup sûr…"

Toutes les droites ne sont pas gênantes : il y a les "longues" qui ne gênent pas la récolte et il y a les "endémiques", non virulentes, qui cohabitent avec les Paracas sans les envahir. Celles que nous redoutons par dessus tout sont les courtes virulentes, c'est-à-dire dont la vitesse de croissance est nettement supérieure à celle des spiralées. Le petit logiciel DRIMPR.exe permet de simuler la façon dont ces droites peuvent brusquement "exploser" en quelques semaines ; dans l'exemple ci-dessous on part d'une culture contenant 1 droite pour 10.000 spiralées au temps zéro [pour vous amuser à exécuter d'autres exemples, enregistrez dans un même dossier (quelconque) DRIMPR.exe et BSI.exe, allez dans ce dossier et exécutez DRIMPR.exe :

PROGRAMME DRIMPR.exe

Données :

1) Profondeur de bassin, cm = 10

2) % initial de droites = .01 (1/10.000)

3) Débit d'injection de spiralées, g/m²/jour = 0

4) % de droites dans l'injection de spiralées = 0

5) (% de droites dans récolte)/(% dans culture),fraction = 1

6) Taux de mutation des spiralées, fraction/jour = 0

7) Taux de respiralation des droites, fraction/jour = 0

8) Concentration, g/l = .3

9) Productivité des spiralées, g/j/m² = 8

10) Productivité des droites, g/j/m² = 10

RESULTATS :

La seule vraie parade connue est une prophylaxie rigoureuse: vider et stériliser le bassin infesté et redémarrer avec une souche garantie sans droite comme celles provenant de l'Institut Pasteur ou de chez Jacques Falquet à Genève.

Mais pourquoi dans la nature ne trouve-t-on pas de droites ? Une explication possible : les droites ne flottant pas, ou moins, elles tombent au fond du lac et meurent par manque d'oxygène et de lumière. Autre explication possible : les larves d'insectes ou les rotifères mangent préférentiellement les droites ; c'est l'explication avancée pour expliquer la disparition de leurs droites par les gens de Maduraï en Inde, et qui pourrait être applicable au cas de Koudougou où les larves se sont implantées au cours de l'année 2002, en même temps que disparaissaient les droites (et depuis les larves n'ont jamais disparues tandis que les droites n'ont pas ré-envahi les bassins). A Pahou (Bénin) aussi on a constaté une disparition des droites en même temps qu'une prolifération de larves. Si cette dernière explication est vraie, ce serait un argument pour ne pas mettre les bassins sous serre, puisque sous serre il n'y a pas, ou moins, de larves. Par ailleurs les serres ne favorisent pas les droites puisque de nombreux bassins sous serre fonctionnent d'année en année sans être envahis par les droites (même s'il y a, bien sûr, des bassins sous serre pleins de droites). Une agitation trop faible expose plus les spiralées, à cause de leur flottation forte, à la photolyse donc favorise indirectement les droites : dit autrement, les droites se contentent d'une plus faible agitation que les spiralées ; mais une agitation très efficace n'empêchera pas les droites virulentes de dominer, si elles sont présentes dans la culture.

Concernant les éventuels "avantages" des droites : c'est vrai que certaines ont le potentiel de pousser plus vite que les spiralées, mais cela ne se traduit pas forcément par une productivité accrue : la productivité est logiquement la même lorsque le carbone est le facteur limitant dans l'alimentation (apport de carbone par l'air atmosphérique seulement). Par contre des droites virulentes, c'est-à-dire capables comme dans l'exemple ci-dessus d'envahir complètement une culture, permettent une production plus importante, voire très importante, si on les alimente en carbone artificiel (CO2, bicarbonate) … à condition de pouvoir les filtrer et les essorer.

Ceci est l'occasion de rappeler la mésaventure que nous avons vécue à la Société Imade (Motril, Espagne), qui avait laborieusement sélectionné une souche de spiruline (droite courte) particulièrement virulente, laquelle avait reçu le nom de M1 et une large publicité dans la presse locale ; elle poussait si vite que les larves, pourtant extrêmement abondantes, ne pouvaient les consommer toutes, de sorte que la concentration en spiruline était fort élevée. Cette souche s'est avérée inrécoltable et inessorable, et a du être abandonnée…. Ceux d'entre nous qui ont connu cette triste affaire espèrent que la disparition de la M1 a été totale et sont restés marqués par la phobie des droites. Auraient-ils tort ? Il ne faut pas être sectaire : qui sait si une technologie un peu "high tech" ne permettra pas un jour de récolter et d'essorer correctement des "M1" ? La récolteuse mécanique à tambour rotatif de Robert Nogier (Saint Paulet de Caisson, Gard) est un pas dans la bonne direction, quoiqu'encore insuffisant. Préserver des conditions faciles de récolte avec les petits moyens artisanaux habituels nous paraît préférable. D'autre part la biomasse de droites étant trop difficile ou impossible à essorer par pressage doit être lavée et égoutté avant séchage, et ce séchage ne peut guère être fait que par la méthode "indienne" décrite au chapitre séchage (étalement en couche mince sur film plastique).

Dans cette vieille affaire des droites, il faut rester très humbles et reconnaître notre grande ignorance.

B) Etrangères

Tant que la spiruline est en croissance active, tant qu'elle est bien nourrie, récoltée, agitée et à pH > 9,5, d'un beau vert foncé et que le milieu est régulièrement purgé, aucune espèce d'algue concurrente ne réussit habituellement à envahir le bassin, du moins nous n'en avons jamais vu. L'apparition d'algues étrangères peut toutefois se produire, par exemple l'hiver en zône tempérée, et ne pas se voir. C'est pourquoi il est prudent de faire examiner (une ou deux fois par an par exemple) un échantillon de culture dans un laboratoire équipé d'un bon microscope et entraîné à reconnaître ce qui n'est pas de la spiruline: il peut s'agir de simples chlorelles (algues vertes monocellulaires comestibles) ou d'Oocystis (grosses chlorelles), mais aussi de cyanobactéries toxiques comme Oscillatoria agardhii (ressemble à une spiruline droite mais de longueur de cellules double, Oscillatoria rubescens ou Oscillatoria nigri-viridis (ressemblent à des spirulines droites mais de diamètre et longueur de cellules nettement plus grands et de couleur différente), Anabaena flos-aquae (ressemble à une spiruline droite mais avec des indentations au niveau des parois entre cellules), Anabaenopsis arnoldii (ressemble à une spiruline spiralée mais avec des hétérocystes, renflements lui permettant de fixer l'azote) ou Microcystis aeruginosa (cf Annexe A22 A.htm - A22 pour comparer les spirulines à ces algues). Oscillatoria grunowiana articulata tenius, non toxique et trop petit pour rester dans la biomasse pressée se voit au microscope, éventuellement après avoir teinté l'échantillon à l'encre de Chine. Si l'algue contaminante est eucaryotique (cellules à noyau bien distinct), il s'agit d'une algue verte ou brune, lesquelles ne sont très généralement pas toxiques. Un œil exercé peut distinguer facilement les principales Oscillatoria toxiques des spirulines droites.

Un test biologique de toxicité, simple, a été proposé par R. Fox si de jeunes larves d'artémias ne meurent après plus de 6 heures au contact d'une culture de cyanobactérie, celle-ci ne serait pas toxique. Pour avoir des larves d'artémias il suffit de tremper deux jours leurs œufs (qui en termes scientifiques s'appellent des cystes, et qui se vendent dans les magasins d'aquariophilie et se conservent au réfrigérateur) dans l'eau salée à 30 g/l à température ordinaire et sous faible lumière. On met de l'ordre de 10 % de culture de spiruline à tester dans la culture de larves d'artémias, dans un récipient transparent mince par exemple un "mini-aquarium" fabriqué avec deux lames de microscopes. Il est recommandé de casser la membrane des micro-algues à tester car les toxines éventuelles sont surtout à l'intérieur (R.Fox a vérifié que les toxines d'une Oscillatoria toxique sortaient suffisamment même sans casser la membrane, mais pour plus de sécurité il vaut mieux la casser). Pour casser les membranes le moyen normal est la sonication aux ultra-sons, mais sinon on peut faire bouillir un court instant une suspension de la micro-algue.

D'autres tests biologiques du même type, encore plus simples et plus précis sont en cours de développement, et, nous l'espérons, seront mis sur le marché.

En cas d'infestation par l'algue verte non toxique chlorelle (par exemple suite à utilisation d'eau brute non filtrée, et/ou à des récoltes trop fortes), on peut essayer de jouer sur le fait que ces algues décantent au fond où, privées de lumière, elles mourront : mais cette méthode reste délicate d'application car l'agitation générale du bassin doit être stoppée et remplacée par une agitation très modérée, en surface, mais suffisante pour que les spirulines elles-mêmes ne meurent pas par asphyxie ou photoxydation (l'ombrage est pratiquement nécessaire), et souvent les chlorelles ont tendance à se remettre en suspension à la moindre agitation, rendant cette méthode inapplicable. Par contre on peut plus facilement jouer sur le fait que la chlorelle étant très petite passe à travers le filtre : il est donc possible de récupérer la spiruline en la récoltant et en lavant la biomasse avec une solution isotonique (par exemple du milieu neuf), puis de réensemencer un nouveau bassin ; cette méthode s'est avérée convenable si elle est pratiquée avec soin. L'élimination des chlorelles du filtrat peut se faire par plusieurs moyens: refiltration à travers un filtre plus fin (filtre à sable par exemple), stérilisation par les U.V., par la chaleur ou chimique.

Des traitements répétés à 17 ppm d'ammoniac empêcheraient la prolifération des chlorelles dans une culture de spiruline d'après Vonshak (BIBLIOGRAPHIE.htm - Vonshak, page 91) ; la même référence indique d'autres moyens pour prévenir, dans la plupart des cas, la contamination par les chlorelles : travailler à une alcalinité élevée (0,2), avec un milieu limpide et une haute température. Mais toutes ces mesures n'ont eu aucun effet chez Cédric Lelièvre en 2005.

La présence de naviculas, diatomées (algues monocellulaires contenant de la silice) brunes en forme de navette, est assez fréquente dans les cultures de spiruline contenant suffisamment d’ions silicate : l’addition de 50 à 100 ppm de chlorure de calcium la combat efficacement en réduisant la concentration en silicate soluble, car le silicate de calcium est insoluble.

Il parait prudent de faire une vidange totale ou une stérilisation des bassins de temps en temps (par exemple tous les 2 ans), et de redémarrer la culture à partir d’une souche de qualité garantie (monoclonale) pour éviter les risques d’une éventuelle « dérive » génétique de la souche cultivée. Cependant cette recommandation reste un peu théorique, et probablement inutile : la grande similitude génétique des Arthrospira laisse penser que l’on peut se fier à de simple critères « techniques » (filtrabilité, résistance, aspect, etc) pour estimer s’il y a lieu de renouveler la souche [avis transmis par Jacques Falquet, Antenna Technologies le 25/02/2003].

7.13) Contamination par micro-organismes

Dans le milieu de culture, au pH élevé (> 9,5) où l'on travaille, la majorité des microbes dangereux pour l'homme sont normalement inactivés en deux jours. Attention aux cultures à pH < 9,5 (cultures jeunes à base de bicarbonate, ou trop forte injection de CO2), qui risquent de ne pas bénéficier de cet effet protecteur. Par ailleurs il a été signalé le risque que certains microbes pathogènes introduits dans des cultures de spiruline (sans doute par suite d'une mauvaise observation des règles d'hygiène) deviennent résistants aux pH élevés, ce risque pouvant être augmenté si le sucre est utilisé comme apport de carbone ; mais il n'a jamais été confirmé. Il a été signalé aussi l'existence de microbes ou parasites africains risquant d'être résistants aux pH élevés : là non plus aucun cas réel n'a été observé si l'on suit des règles normales d'hygiène.

Les cultures contiennent par ailleurs des microbes biodégradeurs adaptés au milieu de culture et qui jouent un rôle bénéfique, à côté du zooplancton, en purifiant le milieu et en recyclant des nutriments, tout en aidant à éliminer l'oxygène et en fournissant du gaz carbonique.

Des germes de moisissures sont toujours présents dans les cultures car des moisissures apparaissent régulièrement sur le flottant laissé longtemps sans agitation (comme à la surface des confitures artisanales), et l'analyse bactériologique décèle couramment de 5 à 500 colonies/g, sans qu'aucune norme n'ait été imposée dans la plupart des pays.

L'usage du sucre comme apport de carbone, ainsi que le fait de ne pas récolter pendant longtemps, provoquent une augmentation dans la culture du nombre de microorganismes filamenteux apparemment incolores, qui gênent la filtration mais ne se retrouvent pratiquement pas dans le produit fini (N.B. ces filaments apparemment incolores semblent provenir des boues où ils sont présents en grand nombre).

Une analyse bactériologique de vérification devrait être faite sur le produit fini de temps en temps (une ou deux fois par an ?). En raison des risques de contamination après récolte, une pasteurisation du produit fini peut être nécessaire mais elle doit être évitée si possible.

Attention : dans certains pays, l'eau servant aux nettoyages, rinçages, etc. pouvant être contaminée, cela peut être une source de contamination pour le produit récolté. Dans ce cas il est suggéré l'emploi systématique d'eau de Javel pour tous les nettoyages, avec rinçage final à l'eau chlorée (minimum 1 ppm de chlore actif libre : voir § suivant ; soit environ 1 goutte d'eau de Javel (vendue au litre, 2,8% de chlore actif) dans un litre d'eau de rinçage).

7.14) Empoisonnement chimique

Les détergents et les sucres ne sont pas toxiques à la dose de 100 ppm.

Un gros excès d'urée ou d'ammoniac provoque la mort des spirulines, le milieu de culture devenant "laiteux", avec mousse jaune ou verdâtre et des boues abondantes ; mais en général il y a assez de spirulines survivantes (sinon on peut réensemencer) pour régénérer spontanément la culture en une dizaine de jours si l'on prend la précaution d'ombrer.

Dans une série d'expériences on a trouvé qu'une dose de 8 ppm de chlore actif apporté par l'eau de Javel (hypochlorite de sodium) tue les spirulines dans leur milieu de culture à pH < 9, mais qu'elles résistent à 4 ppm; à pH 10,6 elles ont résisté à une dose de 12 ppm (mais l'effet du chlore varie suivant la demande en chlore du milieu). Les doses algicides généralement recommandées pour une eau à pH neutre sont entre 0,5 et 1 mg de chlore actif par litre.

N.B. : l'eau de Javel commerciale concentrée en berlingots titre 11 % de chlore actif, l'eau de Javel ordinaire vendue au litre titre 2,8 %. Il faut savoir que le pouvoir algicide de l'hypochlorite est beaucoup plus fort à bas pH qu'à pH élevé. Le thiosulfate (Na2S2O3, p.m. = 158) peut être utilisé pour neutraliser le chlore actif : il faut théoriquement 4,5 g de thiosulfate par g de chlore actif, selon la réaction :

2 Na2S2O3 + Cl2 = 2 NaCl + Na2S4O6 (dithionate)

Le thiosulfate est souvent vendu sous forme de pentahydrate (p.m. = 248), dans ce cas il en faut 7 g/g.

Il est recommandé d'utiliser un excès de thiosulfate, par précaution.

7.15) Manque d'oxygène (hypoxie)

Si l'oxygène peut être considéré comme un poison pour la spiruline quand il est en forte sursaturation pendant la photosynthèse active, ce n'est pas le cas en l'absence de lumière puisque la spiruline a alors besoin d'oxygène pour respirer, comme les autres microorganismes aérobies présents. La teneur en oxygène du milieu de culture en équilibre avec l'air atmosphérique est donnée par la formule approchée suivante: mg/l ou ppm d'oxygène = 0,616 x (pression atmosphérique en mmHg) x (1 - 0,0009 x altitude en m.)/(31,64 + T°C) - 0,035 x (salinité en g/l), soit par exemple 8 ppm à 25°C.

Au pic de la période de photosynthèse active la teneur en oxygène du milieu de culture peut largement dépasser la saturation et monter à plus de 30 ppm. Mais la respiration de la spiruline consomme 1,2 g d'oxygène par g de spiruline "brûlée" soit facilement 3 g d'oxygène/m²/nuit, et de l'oxygène est aussi consommé par les autres microorganismes, surtout si le milieu contient du sucre et d'autres produits biodégradables; de la sorte le taux d'oxygène dans le milieu chute rapidement après l'arrêt de la photosynthèse, surtout si la concentration en spiruline est élevée. Comme l'a montré Falquet on atteint facilement l'anoxie en présence de 100 ppm de sucre, même en agitant la nuit. De l'oxygène de l'air se dissout dans le milieu dès que celui-ci est en dessous de sa concentration d'équilibre, mais cet effet est négligeable s'il n'y a pas d'agitation. On évalue l'absorption d'oxygène de l'air, en g/heure/m², par la formule très approchée tirée de l'expérience piscicole = 0,3 x (puissance d'agitation, W/m²) x (concentration en oxygène à l'équilibre - concentration actuelle, en ppm), soit par exemple pour un bassin agité en continu avec 1 W/m² et contenant 200 l/m² à 5 ppm d'oxygène : 11 g d'oxygène/m²/nuit. Il n'est donc pas étonnant que le fond d'un bassin non agité pendant la nuit manque d'oxygène et que les boues subissent une fermentation anaérobie avec formation de bulles de gaz insoluble (méthane) entraînant des remontées de boues vers la surface. Pour combattre cette situation, on peut agiter le dépôt de boues au balai et maintenir l'agitation de la culture la nuit, mais le plus efficace est d'enlever régulièrement l'excès de boues du fond du bassin. On enlève ces boues soit en transférant la culture dans un autre bassin, soit en aspirant le fond par pompe ou siphon. Le mélange de boues et de milieu de culture éliminé peut être recueilli dans une bassine pour décanter les boues et recycler la majorité du milieu de culture.

Les spirulines ne semblent pas souffrir en cas d'anoxie pendant quelques heures par nuit. Amos Richmond a montré que la respiration était très faible dans les cultures très concentrées, donc dans les couches flottantes.

7.16) Maladies

Il arrive, très rarement, que des spirulines présentent des déformations, ou une boursouflure, ou alors des excrétions jaunes à une extrêmité ou sur un côté des filaments, faisant penser à un éclatement de la paroi avec épanchement du contenu des cellules (spirulines dites "étripées"). Dans la pratique, ces anomalies disparaissent d'elles-mêmes au bout de quelques jours de marche dans des conditions normales.

Photos de spirulines "étripées" vues au microscope, Ecole d'agriculture Don Bosco à Linares (Chili), 1998 :

7.17) Métaux lourds

La spiruline absorbe très facilement les métaux lourds présents dans le milieu de culture. Certains sont toxiques pour l'homme (mercure, plomb, cadmium). On trouvera en Annexe A17 A.htm - normes les de teneurs maximum en métaux lourds autorisées en France dans la spiruline.

7.18) Nettoyage des bassins

Il est bon de nettoyer les bassins environ tous les 3 mois, ou quand les boues du fond sont suffisamment épaisses pour donner des boues flottantes.

La meilleure méthode de nettoyage est de transférer provisoirement la majeure partie du contenu du bassin dans un bassin voisin, puis de vidanger les boues, et brosser les bords et le fond, en rinçant. Attention aux recoins (plis du film plastique dans les angles). Il y a souvent un dépôt blanc incrusté sur le film : il s'agit d’un dépôt minéral, qu'on peut enlever par badigeon d'acide chlorhydrique dilué, qui a l'avantage de stériliser en même temps (on y a recours surtout lors des changements de souche).

7.19) Epuration du milieu de culture

Au bout de 2 à 4 mois de culture (selon le niveau de productivité), sans purge, le milieu de culture, neuf et parfaitement clair au départ, devient plus ou moins trouble, la vitesse de filtration baisse et le pressage de la biomasse devient difficile. La pratique des purges régulières ou le remplacement total du milieu règle ce problème mais cela peut gêner l’environnement, et coûter trop cher en produits.

L’expérience a montré qu’un milieu « usé » peut être partiellement régénéré par simple décantation dans un bassin profond non agité, pendant un temps variable selon le degré d’épuration désiré. Il est probable qu’une partie des EPS se biodégrade pendant cette opération, mais une partie se dépose au fond, sous forme d’un dépôt plus ou moins coloré qui peut être envoyé au compost.

Il est facile d’obtenir ainsi une turbidité très faible (Secchi noir de plus de 30 cm), par contre il reste des produits organiques dissous (le test de filtration sur 400 g est tout de même bon = 330 g filtrés en une minute par exemple).

Avant de réutiliser le milieu épuré il est bon de l’aérer pour supprimer les bactéries anaérobies.

Si le milieu envoyé au bassin d’épuration contient des spirulines, cela n’a pas d’importance : on pourra récupérer la couche flottante. Cela peut même être un moyen complémentaire pour réduire le pourcentage de spirulines droites ou de chlorelles.

Mais il y a mieux que la simple décantation : la filtration sur filtre à sable (par exemple de piscine ou d'irrigation au goutte-à-goutte).

Et il y a encore mieux : le milieu décanté ou filtré sur sable peut être soumis à une oxydation biologique par bullage d'air (aucun ensemencement en bactéries spéciales n'est nécessaire, les bactéries ambiantes naturelles suffisent), suivi d'une nouvelle décantation ou filtration pour éliminer les résidus de boues actives.

Par ces moyens on arrive à réduire la charge organique (DCO ou DBO) et la coloration du milieu épuré suffisamment pour que son recyclage permette de ne jamais avoir besoin de renouveler le milieu de culture, comme cela se pratique dans la ferme de spiruline de BIORIGIN en Equateur (voir publication au Colloque des Embiez 2004).

Signalons une possibilité d'épuration chimique rapide et simple du milieu de culture usé : l'ajout d'eau de Javel (environ 5 % d'eau de Javel à 2,6 % de chlore actif) stérilise et épure totalement le milieu en 24 heures, mais nécessite la neutralisation du chlore actif excédentaire par ajout de thiosulfate de sodium (Na2S2O3, 5 H2O) à raison de 5 g/litre avant recyclage. Cependant cette méthode n'a pas été validée du point de vue risque de formation de chloramines ou autres produits éventuellement cancérigènes et ne peut encore être recommandée. De même l'oxydation chimique par l'ozone ou l'eau oxygénée ne peut être recommandée tant qu'on n'aura pas vérifié qu'elle n'induit pas l'apparition de composés potentiellement dangereux pour le consommateur.

L'épuration par oxydation de la charge organique réduit le pH du milieu de culture, facilement de 0,2 unité, ou même plus pour un milieu initialement fortement chargé en DBO.

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